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INIZIO_TESTO_DA_INDICIZZARE

PROGRAMMA DI RICERCA 2005

italiano - english
Unità di Ricerca
Programmi di ricerca simili:
Classificazione scientifico-disciplinare
Classificazione brevettuale
  • CHEMISTRY; METALLURGY
    • BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
      • MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES OR MICRO-ORGANISMS (immunoassay G01N33/53); COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
      • MICRO-ORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF (biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators, containing micro-organisms, viruses, microbial fungi, enzymes, fermentates or substances produced by or extracted from micro-organisms or animal material A01N63/00; food compositions A21, A23; medicinal preparations A61K; chemical aspects of, or use of materials for, bandages, dressings, absorbent pads or surgical articles A61L; fertilisers C05); PROPAGATING, PRESERVING OR MAINTAINING MICRO-ORGANISMS (preservation of living parts of humans or animals A01N1/02); MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA (micro-biological testing media C12Q)
Classificazione geografica
Bibliografia
Arciola CR et al. Presence of icaA and icaD genes and slime production in a collection of staphylococcal strains from catheter-associated infection. J Clin Microbiol. 2001; Jun 39: 2151-2156.

Beloin C. and Ghigo J.M. Finding gene-expression patterns in bacterial biofilms. Trends in Microbiol. 2005; 13: 16-19.

Bollinger N et al. Gene expression in Pseudomonas aeruginosa: evidence of iron override effects on quorum sensing and biofilm-specific gene regulation. J Bacteriol. 2001; 183: 1990-1996.

Branda SS et al. Biofilms: the matrix revisited. Trends Microbiol. 2005; 13: 20-26.

Cellini L, and Donelli G. Virulence factors of Helicobacter pylori. Microbiol Ecol Health Dis 2000; Suppl. 2: 259-262.

Ceri H et al. The calgary biofilm device: new technology for rapid determination of antibiotic susceptibilities of bacterial biofilms. J Clin Microbiol. 1999; 37: 1771-1776.

Christensen BB et al. Molecular tools for study of biofilm physiology. Methods Enzymol. 2000; 310: 20-42.

Cochran WL et al. Reduced susceptibility of thin Pseudomonas aeruginosa biofilms to hydrogen peroxide and monochloramine. J. Appl Microbiol. 2000; 88: 22-30.

Cole SP et al. Characterization of monospecies biofilm formation by Helicobacter pylori. J Bacteriol. 2004; 186: 3124-3132.

Cook G. Direct confocal microscopy studies of the bacterial colonization in vitro of silver-coated heart valve sewing cuff. Int J Antimicrob Agents. 2000; 13: 169-173.

Costerton JW et al. Microbial biofilms. Ann Rev Microbiol. 1995; 49: 711-745.

Costerton JW et al. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science. 1999; 284: 1318-1322.

Drancourt M et al. Oral treatment of Staphylococcus spp. infected orthopaedic implants with fusidic acid or ofloxacin in combination with rifampicin. J Antimicrob Chemother. 1997; 39: 235-240.

Das JR et al. Changes in the biocide susceptibility of Staphylococcus epidermidis and Escherichia coli cells associated with rapid attachment to plastic surfaces. J Appl Microbiol. 1998; 84: 852-858.

Davies GD et al. The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm. Science. 1998; 280: 295-298.

Di Bonaventura G et al. Biofilm formation by Stenotrophomonas maltophilia: modulation by quinolones, trimethoprim-sulfamethoxazole, and ceftazidime. Antimicrob Agents Chemoter 2004; 48: 151-160.

Donland RM, and Costerton JW. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin Microbiol Rev. 2002; 15: 167-193.

Eng RHK et al. Bactericidal effects of antibiotics on slowly growing and nongrowing bacteria. Antimicrob Agents Chemother. 1991; 35: 1824-1828.

Forsyth MH, and Cover TL. Intercellular communication in Helicobacter pylori: luxS is essential for the production of an extracellular signaling molecule. Infect Immun. 2000; 68: 3193-3199.

Frebourg NB et al. PCR-Based assay for discrimination between invasive and contaminating Staphylococcus epidermidis strains. J Clin Microbiol. 2000; 38(2): 877-880.

Fux CA et al. Survival strategies of infectious biofilms. Trends Microbiol. 2005; 13: 34-40.

Ghigo JM. Natural conjugative plasmids induce bacterial biofilm development. Nature. 2001; 412: 442-445.

Gordon CA et al. Antibiotic interaction and diffusion through alginate and exopolysaccharide of cystic fibrosys-derived Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemoter. 1988; 22: 667-674.

Gotz F. Staphylococcus and biofilms. Mol Microbiol 2002; 43: 1367-1378.

Hasset DJ et al. Genetics of quorum sensing circuitri in Pseudomonas aeruginosa: implications for control of pathogenesis, biofilm formation and antibiotic biocide resistance. In U. Streips and R. Yasbin (ed).Modern molecular genetics. 2001. Wiley-Liss. New York. N.Y.

Heydorn A et al. Quantification of biofilm structures by the novel computer program COMSTAT. Microbiology. 2000; 146: 2395-2407.

Illingworth BL et al. In vivo efficacy of silver coated (Silzone) infection resistan polyester fabric against a biofilm-producing bacteria, Staphylococcus epidermidis. J Heart Valve Dis. 1998; 8: 346-348.

Illingworth BL et al. In vivo efficacy of silver coated fabric against Staphylococcus epidermidis. J Heart Valve Dis. 2000; 9: 135-141.

Kjelleberg S, and Molin S. Is there a role for quorum sensing signals in bacterial biofilms? Curr Opin Microbiol. 2002; 5: 254-258.

Lewis K. Riddle of biofilm resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2001; 45: 999-1007.

Lewis K. Persister cells and the riddle of biofilm survival. Biochemistry. 2005; 70: 267-274.

Kumon H et al. A sandwich cup method for the penetration assay of antimicrobial agents through Pseudomonas exopolysaccharides. Microbiol Immunol. 1994; 38: 615-619.

Morris NS et al. Development of bacterial biofilms on indwelling urethral catheters. World J Urol. 1999; 17: 345- 350.

Ophir T et al. A role for exopolysaccharides in the protection of the microorganisms from desiccation. Appl Environ Microbiol. 1994; 60: 740-745.

Parsek MR, and Greenberg EP. Sociomicrobiology: the connections between quorum sensing and biofilms. Trends Microbiol. 2005; 13: 27-33.

Passariello C et al. Microbiological and morphological analysis of dental implants removed for incomplete osseointegration. Microb Ecol Health Dis. 1993; 6: 203-207.

Roszak DB, and Colwell RR. Survival strategies of bacteria in the natural environment. Microbiology Review 1987; 51: 365-379.

Selinger DS et al. McLaren. Model for studying bacterial adherence to epithelial cells infected with viruses. Infect Immun. 1981; 32: 941-944.

Shigeta M et al. Permeation of antimicrobial agents through Pseudomonas aeruginosa biofilms: a simple method. Chemotherapy. 1997; 43: 340-345.

Stanley NR, and Lazazzera BA. Environmental signals and regulatory that influence biofilm formation. Mol Microbiol 2004; 52: 917-924.

Stark RM et al. Biofilm formation by Helicobacter pylori. Letters in Applied Microbiology 1999; 28: 121-126.

Stoodley P et al. Liquid flow in biofilm systems. Appl Environ Microbiol. 1994; 60: 2711-2716.

Stewart PS. Diffusion in biofilms. J Bacteriol. 2003; 185: 1485-1491.

Stewart PS, and Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms. Review. Lancet. 2001; 358: 135-138.

Thien-Fah C, and O’Toole GA. Mechanisms of biofilm resistence to antomicrobial agents. Trends Microbiol Rev. 2001; 9: 34-39.

Watnick P, and Kolter R. Biofilm, city of microbes. J Bacteriol. 2000; 185: 2675-2679.

Williams I et al. The effects of adherence to silicone surfaces on antibiotic susceptibility in Staphylococcus aureus. Microbiology. 1997; 143: 2407-2413.

Yasuda H et al. Interaction between biofilms formed by Pseudomonas aeruginosa and clarythromicin. Antimicrob Agents Chemother. 1993; 37: 1749-1755.

van der Sluijs KF et al. IL-10 is an important mediator of the enhanced susceptibility to pneumococcal pneumonia after influenza infection. J Immunol. 2004; 172: 7603-7609.

Zelver N et al. Measuring antimicrobial effects on biofilm bacteria: from laboratory to field. Methods Enzymol. 2000; 310: 608-628.
Parole Chiave
MICROBIOLOGIA; BIOFILM; HELICOBACTER PYLORI; TRICHOSPORON ASAHII; STAPHYLOCOCCUS SPP.; CANDIDA ALBICANS; FARMACI ANTIMICROBICI; RESISTENZA; ADESIVITÀ

Biofilm microbici come sistema dinamico in risposta allo stress ambientale.
Approcci innovativi nella prevenzione e formulazione di nuove strategie terapeutiche integrate.

Università degli Studi "G. d'Annunzio" Chieti-Pescara
Abstract
La moderna medicina assiste ad una sempre maggiore diffusione di infezioni associate a Biofilm che difficilmente risultano rilevabili nella routine diagnostica e che acquisiscono la capacità di sviluppare tolleranza sia alle difese dell'ospite che alle terapie antibiotiche.
L'obiettivo scientifico del presente progetto risiede nell'acquisizione di nuove conoscenze sui meccanismi che modulano la costituzione del Biofilm individuando nuove strategie finalizzate ad una adeguata sorveglianza clinica. Tale obiettivo sarà perseguito attraverso la cooperazione stretta e coordinata delle Unità operative afferenti al progetto.
Il progetto si articolerà secondo le seguenti fasi coerenti e concordanti nelle finalità generali:
A) Caratterizzazione molecolare dei microrganismi utilizzati nello studio. In particolare, si valuterà la presenza di geni di resistenza ai farmaci antimicrobici e di quelli coinvolti nelle fasi di sviluppo del Biofilm, di marker di virulenza unitamente con la plasticità genomica.
B) Caratterizzazione quali-quantitativa e molecolare dei meccanismi di cooperazione fra microrganismi e virus (Staphylococcus aureus-Rhinovirus, S.aureus-virus influenzale A (IAV), Candida albicans-virus respiratori). Tali studi consentiranno di individuare adesine coinvolte nel meccanismo di cooperazione focalizzando l'attenzione sul ruolo della cooperazione virus-microrganismo nell'accresciuta capacità batterica di colonizzare i tessuti parassitati.
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Coordinatore Scientifico del Programma di Ricerca
Luigina CELLINI Università degli Studi "G. d'Annunzio" CHIETI-PESCARA
Obiettivo del Programma di Ricerca
L' obiettivo scientifico del presente progetto risiede nell'acquisizione di nuove conoscenze sui meccanismi che modulano la costituzione del Biofilm individuando nuove strategie finalizzate ad una adeguata sorveglianza clinica. Tale obiettivo sarà perseguito attraverso la cooperazione stretta e coordinata delle Unità afferenti al progetto. Ciascuna Unità metterà a disposizione delle altre Unità le proprie competenze di Biologia Molecolare, Immunologia, Batteriologia, Micologia, Virologia ed Infettivologia con la finalità di uno scambio di tecnologie ma soprattutto di informazioni e di idee.
Il progetto si articolerà secondo le seguenti fasi coerenti e concordanti nelle finalità generali:
A) Caratterizzazione molecolare dei microrganismi utilizzati nello studio.
B) Caratterizzazione quali-quantitativa e molecolare dei meccanismi di cooperazione fra microrganismi e virus (Staphylococcus aureus-Rhinovirus, S.aureus-virus influenzale A (IAV), Candida albicans-virus respiratori).
C) Studio della dinamica di formazione del Biofilm. Sviluppo di appropriati modelli sperimentali per lo studio del Biofilm microbico e fungino (Helicobacter pylori, S.aureus, S.epidermidis, Trichosporon asahii e C.albicans).
D) Studio dell'effetto di molecole antibiotiche e non, su Biofilm precoci e maturi.
E) Messa a punto di nuovi sistemi per la sorveglianza dello sviluppo del Biofilm.
In particolare, le Unità afferenti al progetto proposto >>>

Durata
24 mesi
Base di partenza scientifica nazionale o internazionale
Un Biofilm è una comunità strutturata di cellule batteriche racchiuse in una matrice polimerica autoprodotta ed adesa ad una superficie inerte o vivente. Il Biofilm può essere considerato l'espressione di una forma ancestrale di adattamento all'ambiente da parte dei procarioti.
La struttura di un Biofilm maturo varia con la localizzazione, la natura dei microrganismi costituenti e la disponibilità dei nutrienti. Tale struttura può variare da densi strati confluenti di cellule (placche dentali o Biofilm su catetere urinario) a microcolonie disperse o cumuli di cellule che fuoriescono da uno strato basale sottile (Biofilm che si formano sulle superfici nelle acque naturali oligotrofiche).
I Biofilm prodotti in vitro in cui la fase acquosa che contiene i nutrienti, fluisce continuamente sulla superficie colonizzata, vengono usati largamente come modello sperimentale per lo studio. In questo caso, le cellule adese producono polisaccaride extracellulare e migrano dalla superficie in maniera modesta aggregandosi in strutture a forma di fungo. La presenza di canali pieni di acqua tra queste microcolonie, fa pensare a sistemi circolatori primitivi, che rilasciano nutrienti e rimuovono prodotti di rifiuto.
E' noto che per favorire l'adesione iniziale dei batteri su una superficie è necessario che vengano espressi specifici geni. Infatti, decine di nuovi geni vengono espressi, ed altrettanti vengono repressi, nel momento in cui i batteri si muovono lungo una >>>