Contenuto
Ti trovi in: HOME »Programmi, progetti e risultati »I progetti »PRIN - Programmi di ricerca di Rilevante Interesse Nazionale»Programma di ricerca»Unità di ricercaINIZIO_TESTO_DA_INDICIZZARE
UNITA' DI RICERCA
italiano - english
Bibliografia
1.Abercrombie ED, Keller RW, Zigmond MJ. 1988. Characterization of hippocampal norepinephrine release as measured by microdialysis perfusion: pharmacological and behavioral studies. Neuroscience 27:897-9042.Bonanno G., Giambelli R., Raiteri L., Tiraboschi E., Zappettini S., Musazzi L., Raiteri M., Racagni G., Popoli M. 2005. Chronic antidepressants reduce depolarization-evoked glutamate release and protein interactions favoring formation of SNARE complex in hippocampus. J. Neuroscience 25:3270-9.
3.Brady LS. 1994. Stress, antidepressant drugs, and the locus coeruleus. Brain Res Bull 35(5/6):545-56
4.Bremner JD, Krystal JH, Southwick SM, Charney DS. 1996. Noradrenergic mechanisms in stress and anxiety: I. preclinical studies. Synapse 23:28-38
5.Cole BJ, Robbins TW. 1992. Forebrain norepinephrine: role in controlled information processing in the rat. Neuropsychopharmacol 7:129-42
6.Commissaris RL, Hill TJ. 1994. High-dose subchronic imipramine treatment: effect on anxiety-like (conflict) behavior in rats. Anxiety 1:109-13
7.Dazzi L, Seu E, Cherchi G, Biggio G. 2003. Antagonism of the stress-induced increase in cortical norepinephrine output by the selective norepinephrine reuptake inhibitor reboxetine. Eur J Pharmacol. 476:55-61
8.Dazzi L, Vignone V, Seu E, Ladu S, Vacca G, Biggio G. 2002a. Inhibition by venlafaxine of the increase in norepinephrine output in rat prefrontal cortex elicited by acute stress or by the anxiogenic drug FG 7142. J Psychopharmacol. 16:125-31
9.Dazzi L, Ladu S, Spiga F, Vacca G, Rivano A, Pira L, Biggio G. 2002b. Chronic treatment with imipramine or mirtazapine antagonizes stress- and FG7142-induced increase in cortical norepinephrine output in freely moving rats. Synapse. 43:70-7
10.Falkai P. 1999. Mirtazapine: other indications. J Clin Psychiatry 60:36-40
11.Goldstein LE, Rasmusson AM, Bunney BS, Roth RH. 1994. The NMDA-glycine site antagonist (+)-HA-966 selectively regulates conditioned stress-induced metabolic activation of the mesoprefrontal cortical dopamine but not serotonin systems: a behavioural, neuroendocrine, and neurochemical study in the rat. J. Neurosci. 14: 4937-50
12.Goodnick PJ, Puig A, DeVane CL, Freund BV. 1999. Mirtazapine in major depression with comorbid generalized anxiety disorder. J Clin Psychiatry 60:446-48
13.Gresch PJ, Sved AF, Zigmond MJ, Finlay JM. 1994. Stress-induced sensitization of dopamine and norepinephrine efflux in medial prefrontal cortex of the rat. J Neurochem 63:575-83
14.Gresch PJ, Sved AF, Zigmond MJ, Finlay JM. 1995. Local influence of endogenous norepinephrine on extracellular dopamine in rat medial prefrontal cortex. J Neurochem 65:111-6
15.Hammen C, Mayol A, deMayo R, Marks T. 1986. Initial symptom levels and the life-event-depression relationship. J Abnorm Psychol 95:114-22
16.Hata N, Nishikawa T, Umino A, Takahashi K. 1990. Evidence for involvement of N-methyl-D-aspartate receptor in tonic inhibitory control of dopaminergic transmission in rat medial prefrontal cortex. Neurosci Lett 120:101-4
17.Helton DR, Tizzano JP, Monn JA, Schoepp DD, Kallman MJ. 1998. Anxiolytic and side-effect profile of LY354740: a potent, highly selective, orally active agonist for group II metabotropic glutamate receptors. J Pharmacol Exp Ther. 284:651-60
18.Huang YH, Maas JW, Hu GH. 1980. The time course of noradrenergic pre- and postsynaptic activity during chronic desipramine treatment. Eur J Pharmacol 68:41-7
19.Jacobs BL, Abercrombie ED, Fornal CA, Levine ES, Morilak DA, Stafford IL. 1991. Single-unit and physiological analyses of brain norepinephrine function in behaving animals. Prog Brain Res 88:159-65
20.Malva J, Ambrosio AF, Cunha NA, Ribeiro JA, Carvalho AP, Carvalho CM. 1994. A functionally active presynaptic high-affinity kainite receptor in the rat hippocampal CA3 subregion. Neurosci Lett 185:83-6
21.McQuade R, Creton D, Stanford SC. 1999. Effect of novel environmental stimuli on rat behaviour and central noradrenaline function measured by in vivo microdialysis. Psychopharmacol 145:393-400
22.Melia KR, Nestler EJ, Duman R. 1992. Chronic imipramine treatment normalizes levels of tyrosine hydroxylase in the locus coeruleus of chronically stressed rats. Psychopharmacol 108:23-6
23.Mizoguchi K, Yuzurihara M, Ishige A, Sasaki H, Chui DH, Tabira T. 2000. Chronic stress induces impairment of spatial working memory because of prefrontal dopaminergic dysfunction. J Neurosci 20:1568-74
24.Nestler EJ, McMahon A, Sabban EL, Tallman JF, Duman RS. 1990. Chronic antidepressant administration decreases the expression of tyrosine hydroxylase in the rat locus coeruleus. Proc Natl Acad Sci USA 87:7522-26
25.Ninan PT. 1999. The functional anatomy, neurochemistry and pharmacology of anxiety. J Clin Psychiatry 60:12-7
26.Nisenbaum LK, Zigmond MJ, Sved AF, Abercrombie ED. 1991. Prior exposure to chronic stress results in enhanced synthesis and release of hippocampal norepinephrine in response to a novel stressor. J Neurosci 11:1478-84
27.Page ME, Szeliga P, Gasparini F, Cryan JF. 2005. Blockade of the mGlu5 receptor decreases basal and stress-induced cortical norepinephrine in rodents. Psychopharmacology [Epub ahead of print]
28.Persaud R. 2000. Recurrent depression and stressful life events. Arch Gen Psychiatry 57:617-8
29.Pittaluga A, Raiteri M. 1990. Release-enhancing glycine-dependent presynaptic NMDA receptors exist on noradrenergic terminals of hippocampus. Eur J Pharmacol 191:231-4
30.Pittaluga A, Raiteri M. 1992. N-methyl-D-aspartic acid (NMDA) and non-NMDA receptors regulating hippocampal norepinephrine release. III. Changes in the NMDA receptor complex induced by their functional cooperation. J Pharmacol Exp Ther 263:327-33
31.Pittaluga A, Feligioni M, Longordo F, Tiraboschi E, Tardito D, Racagni G, Popoli M, Raiteri M. Glutamatergic receptors and noradrenaline release as selective targets of antidepressant treatments (submitted)
32.Post RM. 1992. Transduction of psychosocial stress into the neurobiology of recurrent affective disorder. Am J Psychiatry 149:999-1010
33.Rasmussen K, Jacobs B. 1986. Single Unit activity of locus coeruleus neurons in freely moving cat. –II. conditioning and pharmacological studies. Brain Res 371:335-44
34.Rasmussen K, Morilak D, Jacobs BL. 1986. Single Unit activity of locus coeruleus neurons in freely moving cat. – I. During naturalistic behaviors and in response to simple and complex stimuli. Brain Res 371:324-34
35.Robbins TW, Everitt BJ. 1995. Central norepinephrine neurons and behavior. In: Bloom FE, Kupfer DJ, editors. Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. New York: Raven Press. p. 363-72
36.Rosario L, Abercrombie ED. 1999. Individual differences in behavioral reactivity: correlation with stress-induced norepinephrine efflux in the hippocampus of Sprague-Dawley rats. Brain Res Bull 48:595-602
37.Sheehan DV. 1999. Current concepts in the treatment of panic disorder. J Clin Psychiatry 60:16-21
38.Smith MA, Makino S, Altemus M, Michelson D, Hong SK, Kvetnansky R, Post RM. 1995. Stress and antidepressants differently regulate neurotrophin 3 mRNA expression in the locus coeruleus. Proc Natl Acd Sci USA 92:8788-92
39.Stimmel GL, Dopheide JA, Stahl SM. 1997. Mirtazapine: an antidepressant with noradrenergic and specific serotonergic effects. Pharmacotherapy 17:10-21
40.Swanson CJ, Perry KW, Schoepp DD. 2004. The mGlu2/3 receptor agonist, LY354740, blocks immobilization-induced increases in noradrenaline and dopamine release in the rat medial prefrontal cortex. J Neurochem. 88:194-202
41.Taber MT, Fibiger HC. 1995. Electrical stimulation of the prefrontal cortex increases dopamine release in the nucleus accumbens of the rat: modulation by metabotropic glutamate receptors J Neurosci. 15:3896-904
42.Teixeira RC, Zangrossi H, Graeff FG. 2000. Behavioral effects of acute and chronic imipramine in the elevated T-maze model of anxiety. Pharmacol Biochem Behav 65:571-6
43.Thompson C. 1999. Mirtazapine versus selective serotonin reuptake inhibitors. J Clin Psychiatry 60:18-22
44.Valentino RJ, Curtis AL, Parris DG, Wehby RG. 1990. Antidepressant actions on brain noradrenergic neurons. J Pharmacol Exp Ther 253:833-40
45.Wang JK, Andrews H, Thukral V. 1992. Presynaptic glutamate receptors regulate noradrenaline release from isolated nerve terminals. J Neurochem. 58:204-11
46.Willner P, Muscat R, Papp M. 1992. Chronic mild stress-induced anhedonia: A realistic animal model of depression. Neurosci Biobehav Rev 16:525-34
Programma di ricerca
DISTURBI D'ANSIA E LEGATI ALLO STRESS: NUOVI MECCANISMI E BERSAGLI FARMACOLOGICIUniversità di riferimento
Università degli Studi di CAGLIARI - BIOLOGIA SPERIMENTALE - CAGLIARI(CA)Responsabile dell'Unità di ricerca
Laura DAZZIDescrizione
Gli obiettivi principali di questa ricerca saranno:1. Valutare se il trattamento cronico con antidepressivi con differenti meccanismi d'azione è in grado di ridurre o antagonizzare l'aumento indotto dal footshock stress sulle concentrazioni extracellulari di noradrenalina nell'ippocampo di ratto, come già dimostrato per la corteccia prefrontale (Dazzi et al., 2002a; 2002b; 2003).
2. Studiare il ruolo dei recettori glutamatergici ionotropici (NMDA e AMPA) o metabotropici (mGlu2/3 e mGlu5) nella regolazione del rilascio di noradrenalina nell'ippocampo di ratti naïve.
3. Investigare il ruolo dei recettori glutamatergici ionotropici e metabotropici nel rilascio di noradrenalina indotto dallo stress, valutando la capacità di farmaci agonisti o antagonisti su questi recettori di modulare l'effetto dello stress sui neuroni noradrenergici ippocampali.
4. Valutare se la riduzione della sensibilità dei neuroni noradrenergici allo stress indotta dal trattamento cronico con antidepressivi possa essere mediata da modificazioni nella sensibilità dei recettori glutamatergici che regolano il rilascio di noradrenalina.
Le fasi 1 e 2 saranno attuate nel primo anno. Le fasi 3 e 4 saranno attuate nel secondo anno del progetto.
FASE I
In questa prima fase della ricerca intendiamo valutare se il trattamento acuto e cronico con farmaci antidepressivi che potenziano selettivamente la trasmissione serotoninergica (fluoxetina) o noradrenergica (reboxetina), rispettivamente, sono in grado di ridurre o antagonizzare l'aumento del rilascio ippocampale di noradrenalina indotto dallo stress acuto (footshock). Come descritto in precedenti lavori (Bonanno et al., 2005, Pittaluga et al., submitted) per ciascun esperimento gruppi di ratti maschi Sprague Dawley (200-250 g alla fine del trattamento) saranno trattati cronicamente con l'inibitore selettivo del reuptake della noradrenalina reboxetina, o con l'inibitore selettivo del reuptake della serotonina fluoxetina. I ratti saranno assegnati random ai diversi gruppi e stabulati (due ratti per gabbia) a temperatura (22 ± 1°C) e umidità relativa (50%) costante con un ciclo regolare di luce-buio (luce dalle 7 a.m. alle 7 p.m.). Cibo e acqua saranno disponibili ad libitum. Dopo avere determinato per tre giorni il consumo di acqua da parte di ciascuna coppia di animali, i ratti verranno trattati per 14 giorni con i farmaci sciolti nell'acqua da bere. Le soluzioni dei farmaci verranno sostituite ogni due giorni. Le dosi di reboxetina e fluoxetina somministrate saranno di 10 mg/kg. Il gruppo dei ratti di controllo avrà libero accesso all'acqua senza farmaci. I ratti verranno utilizzati il quindicesimo giorno.
Ventiquattro ore dopo l'ultima somministrazione cronica del farmaco i ratti verranno anestetizzati con cloralio idrato (0.4 g/kg, i.p.) e verrà inserita una fibra da dialisi a livello dell'ippocampo. Gli esperimenti verranno effettuati dopo ulteriori 24 ore per consentire agli animali un pieno recupero dall'intervento chirurgico. Il giorno dell'esperimento all'interno della fibra da dialisi verrà fatta scorrere una soluzione Ringer (125 mM KCl, 1.3 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 23 mM NaHCO3, e 1.5 mM di fosfato di potassio, pH 7.3) ad un flusso costante (2 µl/min) utilizzando una pompa da perfusione. I campioni (40 µl) verranno raccolti ad intervalli di 20 min ed analizzati immediatamente. Per la determinazione del contenuto di noradrenalina verrà utilizzato un sistema di HPLC con rivelatore elettrochimico come precedentemente descritto (Dazzi et al., 2002a). Una volta raggiunta una concentrazione stabile di neurotrasmettitore (tre campioni nei quali la concentrazione non varia più del 10%) i ratti verranno sottoposti al footshock stress (0.2 mA per 500 msec/sec) per 8 min o riceveranno una somministrazione acuta del farmaco ansiogenico FG7142 (20 mg/kg, i.p.). La concentrazione extracellulare di noradrenalina verrà monitorata per due ore dopo l'esposizione allo stress.
FASE II
In questa fase ci proponiamo di valutare il ruolo dei recettori glutamatergici ionotropici NMDA e AMPA e dei recettori metabotropici mGlu2/3 e mGlu5 sulla modulazione del rilascio basale di noradrenalina nell'ippocampo di ratto. A questo scopo valuteremo se la somministrazione acuta di agonisti o antagonisti specifici per questi recettori è in grado di modulare il rilascio ippocampale di noradrenalina.
Ratti maschi Sprague-Dawley del peso di circa 250 g verranno anestetizzati con cloralio idrato (0.4 g/kg, i.p.) come descritto in precedenza per consentire l'inserimento della fibra da dialisi nell'ippocampo. Gli esperimenti verranno effettuati ventiquattro ore dopo per consentire agli animali un pieno recupero dall'operazione chirurgica. Gli esperimenti verranno condotti come descritto sopra. Una volta raggiunto un valore stabile del neurotrasmettitore gli animali riceveranno uno dei seguenti farmaci per perfusione attraverso la fibra da dialisi:
- NMDA (1-100 µM)
- MK801 (1-100 µM)
- AMPA (1-100 µM)
- NBQX (1-100 µM);
- Trans-ACPD; o LY354740(1-100 µM)
- MPEP(1-100 µM)
Utilizzeremo inoltre anche (+)HA 966 (15 mg/kg, i.p.), un antagonista del sito della glicina del recettore glutamatergico NMDA che è stato dimostrato essere in grado di antagonizzare l'aumento indotto dallo stress sul metabolismo della dopamina nella corteccia prefrontale di ratto (Goldstein et al, 1994).
Le concentrazioni extracellulari di noradrenalina verranno monitorate per almeno 2 ore dopo la somministrazione acuta dei farmaci indicati.
FASE III
Nella terza fase della ricerca valuteremo la capacità dei farmaci utilizzati nella seconda fase di modulare l'effetto dello stress sui neuroni noradrenergici ippocampali. A questo scopo gli animali, operati come descritto in precedenza per inserire la fibra da dialisi, riceveranno una somministrazione acuta di uno dei farmaci ad azione glutamatergica descritti nella fase precedente, e circa 30 min dopo verranno sottoposti al footshock stress (0.2 mA per 500 msec/sec) o riceveranno una somministrazione acuta del farmaco ansiogenico FG7142 (20 mg/kg, i.p.). La concentrazione extracellulare di noradrenalina verrà monitorata per le due ore successive allo stimolo stressante.
FASE IV
Nell'ultima fase della ricerca valuteremo se il trattamento cronico con farmaci antidepressivi con differenti meccanismi d'azione (Reboxetina e fluoxetina) è in grado di modificare la sensibilità dei recettori glutamatergici che controllano il rilascio di noradrenalina nell'ippocampo di ratto. A questo scopo gli animali verranno sottoposti ad un trattamento prolungato con uno dei due farmaci antidepressivi o con il relativo solvente secondo lo schema proposto nella fase I. Ventiquattro ore dopo l'ultima somministrazione cronica del farmaci i ratti verranno anestetizzati con cloralio idrato (0.4 g/kg. i.p.) per consentire l'inserimento della fibra da dialisi come descritto in precedenza. Gli esperimenti verranno effettuati 24 ore dopo l'operazione per consentire il completo recupero dell'animale. Una volta ottenute concentrazioni stabili di noradrenalina agli animali verranno somministrati agonisti dei recettori NMDA o AMPA per il glutammato attraverso la fibra da dialisi direttamente nell'ippocampo. Verranno poi misurate le concentrazioni extracellulari di noradrenalina nel dializzato per le due ore successive alla somministrazione del farmaco.
FOOTSHOCK STRESS
Il footshock stress consente di somministrare agli animali delle scosse elettriche di debole intensità che riproducono nell'animale uno stato ansioso. L'apparato (Lafayette Instruments, Lafayette, IN) consiste in una gabbia di Plexiglas con due lati opachi delle dimensioni di 28 X 22 X 27 cm. Il pavimento metallico della gabbia è collegato ad uno stimolatore elettrico che somministra scariche elettriche intermittenti. Quarantotto ore dopo l'ultima somministrazione cronica degli antidepressivi o 30 min dopo la somministrazione acuta dei farmaci ad azione glutamatergica, gli animali verranno sottoposti al footshock stress (0.2 mA per 500 msec al secondo) per 8 min.
